動物模型制備過程中，由飼養人員進行日常飼喂，由獸醫進行監督管理，造模期間動物狀態良好，每天記錄病死只數，造模選用DOCA加高鹽喂水，對動物傷害小，每周稱重一次，未使用微生物，對環境沒有影響，造模方法簡便易，行重復性好，不可遺傳。

主動脈夾層瘤患者的臨床特征：主動脈夾層瘤導致的主動脈直徑增厚超過50%。

該法造模的特點：大體及超聲檢測能夠發現主動脈直徑增厚超過50%；夾層瘤部冰凍切片HE 及馬松染色可見夾層瘤形成，纖維化加劇，彈力纖維增厚。

1. 大體及超聲結果分析

2.主動脈瘤冰凍切片HE及馬松染色

3. 血管浸潤免疫細胞染色分析

1 實驗材料

實驗動物 選擇健康雄性C57小鼠小鼠，體質量18-22 g，均購于北京華阜康華生物科技股份有限公司。飼養于中國醫學科學院實驗動物研究所動物中心動物房內，5只/盒屏障系統中，溫度(22±2) ℃，濕度50%～60%，12h 循環照明，小鼠自由攝取食、水，IACUC號：ILAS-YZW17007。

2 方法

2.1 動物模型制備

C57小鼠根據體重，三溴乙醇麻醉0.18ml/10g體重，（360mg/kg體重）（三溴乙醇儲存液：25g三溴乙醇+15.5ml叔戊醇，使用液：0.50ml儲存液+39.5ml生理鹽水），俯臥位固定于加熱墊上保持體溫，背部頸部脫毛膏脫毛，酒精消毒處理，無菌手術剪剪開后背頸部皮膚，用鑷子將皮下探查出一個可以足夠裝下藥品的空間，將DOCA 緩釋泵塞入皮下，鑷子將該處皮膚對齊復合，無菌縫合線縫合皮膚，放置在加熱板上保暖，待蘇醒后放回鼠盒，手術后用止痛果凍緩解疼痛。

2.2 標本采集及處理

完成DOCA+高鹽干預21天后，稱體重，麻醉后腹主動脈采血至死亡，室溫靜置2h后于4℃3000r離心10分鐘提取血清，-80℃冰箱凍存。取心臟、主動脈做石蠟切片，10%中性福爾馬林中固定，30%蔗糖脫水，冰凍切片包埋劑包埋并切片；進行免疫組化及免疫熒光檢測，其余血管組織液氮冷凍-80℃保存，提取蛋白進行免疫印跡檢測。

一、疾病概述

主動脈瘤(aortic aneurysm) 指主動脈壁局部或彌漫性的異常擴張超過正常值 50%以上，壓迫周圍器官而引起癥狀，常發生在升主動脈主動脈弓、胸部降主動脈、胸腹主動脈和腹主動脈，其發病率在老年人群中可以高達5-10%，并呈上升趨勢。主動脈瘤可由多種因素引起，如家族遺傳、高血壓、動脈硬化等，其主要病理改變為血管壁彈力纖維斷裂及平滑肌細胞病變和血管外膜膠原沉積。

由于主動脈瘤是一種慢性血管炎癥性疾病，近年來可以誘發血管炎癥的多種因素與該疾病的發生機制研究一直被人們關注，包括鹽皮質激素、血管緊張素II等，其中醋酸脫氧皮質酮（DOCA）是一種類固醇激素，可以與體內的鹽皮質激素受體結合，影響機體內鈉水代謝，進而誘發慢性炎癥反應。有研究表明高鹽加醋酸脫氧皮質酮（DOCA）緩釋刺激可以通過激發血管的炎癥反應而誘發小鼠動脈瘤的發生，并且該影響與年齡因素密切相關。本研究通過高鹽加DOCA的方法建立小鼠血管瘤模型，并觀察影響該疾病的相關通路因子，通過體內外實驗增加或降低關鍵通路因子，進一步探索該疾病的病理生理發生機制，為該疾病的預防治療提供新方法和思路。

二、模型背景

1、造模因素信息

DOCA 高鹽誘導主動脈瘤小鼠模型

2、實驗動物背景信息

C57BL/6小鼠

3、研究背景

在過去的幾十年中，已經發展了幾種主動脈瘤動物模型[1]。其中，血管緊張素II在APOE-/-和LDLR-/-小鼠體內輸注誘導主動脈瘤的方法最為常見[2-7]。我們最近開發了一種新的小鼠主動脈瘤模型，方法是給C57bL/6J雄性小鼠注射鹽皮質激素受體激動劑DOCA加高鹽，而不是單純的給予DOCA或高鹽，可以誘發主動脈瘤的形成和破裂，這種模型具有年齡依賴性[8]。

與 ANGII灌注小鼠模型相比，DOCA+高鹽小鼠模型顯示了幾個獨特的特征，包括: (1)使用WT小鼠，而不是APOE-/-和LDLR-/-小鼠，避免了高脂血癥對動脈瘤的潛在混淆作用; (2)使用200g/kg/day DOCA(足以誘發主動脈瘤)的小鼠注射，血漿醛固酮濃度增加到10.58 nm [8]，低于心力衰竭患者[9,10]。這表明DOCA+高鹽模型是一種模擬人類疾病的病理模型，而不是由于使用了高劑量的感興趣分子而引起關注的藥理模型; (3) 使用10個月大的小鼠而不是10周大的小鼠(主要用于ANGII和其他模型)模擬人類主動脈瘤。

參考文獻:

1.Lindsay ME, Dietz HC (2011) Lessons on thepathogenesis of aneurysm from heritable conditions. Nature 473:308–316

2.Cassis LA, Gupte M, Thayer S et al (2009) ANG IIinfusion promotes abdominal aortic aneurysms independent of increased bloodpressure in hypercholesterolemic mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol296:H1660–H1665

3. Cassis LA, Helton MJ, Howatt DA et al (2005)Aldosterone does not mediate angioII-induced atherosclerosis and abdominalaortic aneurysms. Br J Pharmacol 144:443–448

4. Daugherty A, Manning MW, Cassis LA(2000)Angiotensin II promotes atherosclerotic lesions and aneurysms inapolipoprotein E-deficient mice. J Clin Invest 105:1605–1612

5. Rateri DL, Moorleghen JJ, Balakrishnan A et al(2011) Endothelial cell-specific deficiency of Ang II type 1a receptorsattenuates Ang II-induced ascending aortic aneurysms in LDL receptor?/? mice. Circ Res 108:574–581

6. Thomas M, Gavrila D, Mccormick ML et al (2006)Deletion of p47phox attenuates angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysmformation in apolipoprotein E-deficient mice. Circulation 114:404–413

7. Zhang X, Thatcher SE, Rateri DL et al (2012)Transient exposure of neonatal female mice to testosterone abrogates the sexualdimorphism of abdominal aortic aneurysms. Circ Res 110:e73–e85

8. Liu S, Xie Z, Daugherty A et al (2013)Mineralocorticoid receptor agonists induce mouse aortic aneurysm formation andrupture in the presence of high salt. Arterioscler Thromb Vasc Biol33:1568–1579

9. Weber KT (2001) Aldosterone in congestive heartfailure. N Engl J Med 345:1689–1697

10. He BJ, Joiner ML, Singh MV et al (2011) Oxidationof CaMKII determines the cardio

toxic effects of aldosterone. Nat Med 17:1610–1618